对虾白斑综合征的图片 [感染白斑综合征病毒的斑节对虾免疫酶变化特征]

　　摘要：研究了斑节对虾（Ｐｅｎａｅｕｓ ｍｏｎｏｄｏｎ）感染白斑综合征病毒（Ｗｈｉｔｅ sｐｏｔ sｙｎｄｒｏｍｅ vｉｒｕｓ，ＷＳＳＶ）后的发病情况和４种免疫酶活性的变化特征。通过对斑节对虾进行ＷＳＳＶ急性攻毒试验，发现在感染５０ ｈ左右出现死亡高峰，感染６０ ｈ后大部分死亡虾出现明显的白斑。血液酚氧化物酶（ＰＯ）、过氧化物酶（ＰＯＤ）、超氧化物歧化酶（ＳＯＤ）、酸性磷酸酶（ＡＣＰ）活性在感染ＷＳＳＶ后都呈现先降低再升高再降低的趋势，并在感染后６０ ｈ左右，活性达到最大值。肝脏、肌肉组织中的ＡＣＰ、ＳＯＤ活性变化规律与其在血液中的变化类似，肝脏中的ＡＣＰ、ＳＯＤ活性明显高于肌肉组织中的活性。
　　关键词：斑节对虾；白斑综合征病毒（ＷＳＳＶ）；免疫酶
　　中图分类号：Ｓ９４５．４＋７ 文献标识码：Ａ 文章编号：0439－８114（２０11）09－1851-04
　　
　　Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｏｆ Ｉｍｍｕｎｏ－ｅｎｚｙｍｅｓ ｏｆ Ｐｅｎａｅｕｓ ｍｏｎｏｄｏｎ Ｉｎｆｅｃｔｅｄ ｗｉｔｈ Ｗｈｉｔｅ Ｓｐｏｔ Ｓｙｎｄｒｏｍｅ Ｖｉｒｕｓ
　　
　　ＷANG Ｚｈｕａｎ－ｗｅｉ１，２，ＨUANG Ｊｉａｎ－ｈｕａ１，ＹANG Ｑｉ－ｂｉｎ１，ＺHOU Ｆａ－ｌｉｎ１，ＺHU Ｃａｉ－ｙａｎ１，ＹANG Ｌｉ－ｓｈｉ１，ＪIANG Ｓｈｉ－ｇｕｉ１
　　（１． Ｓｏｕｔｈ Ｃｈｉｎａ Ｓｅａ Ｆｉｓｈｅｒｉｅｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ，Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｆｉｓｈｅｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｇｕａｎｇｚｈｏｕ ５１０３００， Ｃｈｉｎａ；
　　２． Ｓｈａｎｇｈａｉ Ｏｃｅａｎ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ｓｈａｎｇｈａｉ ２０１３０６， Ｃｈｉｎａ）
　　
　　Ａｂｓｔｒａｃｔ： Ｔｈｅ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ ｏｆ ＷＳＳＶ－ｉｎｆｅｃｔｅｄ Ｐｅｎａｅｕｓ ｍｏｎｏｄｏｎ， ａｎｄ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ａｖｔｉｖｉｔｙ ｆｏｒ ｆｏｕｒ ｉｍｍｕｎo-enzymes were investigated． Ｉｔ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｈｒｉｍｐ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ ａｐｐｅａｒｅｄ ａｒｏｕｎｄ ５０ ｈｏｕｒｓ， ａｎｄ ｔｈｅ ｗｈｉｔｅ ｓｐｏｔｓ ｏｃｃｕｒｒｅｄ ｏｎ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｄｉｅｄ ｓｈｒｉｍｐｓ around 60 hours after WSSV infected． Ｔｈｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｐｈｅｎｏｌｏｘｉｄａｓｅ（ＰＯ），ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ（ＰＯＤ）， ｓｕｐｅｒｏｘｉｄｅ ｄｉｓｍｕｔａｓｅ （ＳＯＤ） ａｎｄ ａｃｉｄ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ（ＡＣＰ） ｉｎ ｂｌｏｏｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｔ ｆｉｒｓｔ ａｆｔｅｒ ＷＳＳＶ ｉｎｆｅｃｔｅｄ， ｔｈｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｅｎｚｙｍｅ ａｖｔｉｖｉｔｙ ａｒｏｕｎｄ ６０ ｈｏｕｒｓ ａｎｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｔ ｌａｓｔ． Ｔｈｅ ｔｒｅｎｄｓ ｏｆ ＳＯＤ ａｎｄ ＡＣＰ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｉｎ ｌｉｖｅｒ ａｎｄ ｍｕｓｃｌｅ ｗｅｒｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｂｌｏｏｄ， ｈｏｗｅｖｅｒ， ｔｈｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ＳＯＤ ａｎｄ ＡＣＰ ｉｎ ｌｉｖｅｒ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｏｓｅ ｉｎ ｍｕｓｃｌｅ．
　　Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ： Ｐｅｎａｅｕｓ ｍｏｎｏｄｏｎ； ＷＳＳＶ； ｉｍｍｕｎｏ－ｅｎｚｙｍｅｓ
　　甲壳类动物缺乏由抗体介导的免疫反应，不能通过抗原抗体反应来达到自我保护的目的。其免疫机制为非特异性免疫，通过血细胞及体液因子的活性来抵抗病原微生物的入侵。血液酚氧化物酶（ＰＯ）、超氧化物歧化酶（ＳＯＤ）、过氧化物酶（ＰＯＤ）以及酸性磷酸酶（ＡＣＰ）等免疫酶的活性高低经常被用作评价免疫强弱的指标。对虾的非特异性免疫系统也受很多因素的影响，比如蜕壳、水温突变、溶氧高低、外界刺激和病毒入侵等。关于虾类的免疫应答机制，已经有很多研究报道，刘庆慧等［１］对中国对虾感染白斑综合征病毒（Ｗｈｉｔｅ sｐｏｔ sｙｎｄｒｏｍｅ vｉｒｕｓ，ＷＳＳＶ）后血细胞数量变化做了研究报道；Ｓｏｎｇａ等［２］分析了感染桃拉病毒后凡纳斌对虾血淋巴和肌肉组成的生化变化；Ｙｏｇａnandhan等［３］报道印度明对虾在感染ＷＳＳＶ后，血淋巴细胞密度和血清蛋白浓度等免疫参数与正常虾有很大差异；宋林生等［４］报道过南美白对虾感染ＷＳＳＶ后ＳＯＤ活性和过氧化氢酶（ＣＡＴ）活性的变化。还有很多其他学者关于对虾免疫反应机理的报道，但这些文献资料所阐述的反应规律不尽相同，有不同的试验结果和理论解释。由于ＷＳＳＶ病毒病已经成为制约对虾养殖业发展的主要因素，而对虾的抗病能力主要通过非特异性免疫系统实现，因此对参与非特异性免疫的各种免疫酶活性的研究是对虾抗病研究的热点之一。本研究通过斑节对虾（Penaeus monodon）ＷＳＳＶ急性感染试验，探讨了斑节对虾在感染ＷＳＳＶ后的发病情况和４种免疫酶在体内不同组织的活性变化。
　　１材料和方法
　　１．１试验材料
　　１．１．１试验用虾 试验用斑节对虾由中国水产科学研究院南海水产研究所三亚热带水产研究中心提供。挑选大小均匀（７．０±０．２）ｃｍ、活力旺盛的个体进行ＷＳＳＶ急性攻毒试验。
　　１．１．２ＷＳＳＶ病原用白斑症状明显的斑节对虾作为感染材料（ＰＣＲ检测ＷＳＳＶ阳性，超低温保存）。取其肌肉组织０．１ ｇ，加入１ ｍＬ磷酸盐缓冲液（ＮａＣｌ ８ ｇ，ＫＣｌ ０．２ ｇ，KＨＰＯ４ １．４４ ｇ，ＫＨ２ＰＯ４ ０．２４ ｇ，用ＨＣｌ调节ｐＨ值至７．４，定容至１ 000 mＬ，灭菌常温保存）冰浴匀浆，１０ ０００ ｒ／ｍｉｎ离心２０ ｍｉｎ后取上清液，上清液经０．４５ μｍ滤膜过滤后稀释１ ０００倍作为试验用病毒液。
　　１．１．３试剂左旋多巴（Ｌ－ｄｏｐａ）（Sｉｇｍａ公司生产）；ＰＣＲ ｂｕｆｆｅｒ、ｄＮＴＰ、Ｔａｑ ＤＮＡ聚合酶等购自大连宝生物工程公司；ＡＣＰ检测试剂盒、ＳＯＤ检测试剂盒、考马斯亮蓝蛋白测定试剂盒购自南京建成生物工程研究所；邻苯二胺等试剂均为国产分析纯。
　　１．２试验方法
　　１．２．１ＷＳＳＶ急性攻毒试验试验前随机取虾１０尾，进行ＷＳＳＶ病原抽样检测，检测方法采用巢式ＰＣＲ法［５］。攻毒试验设感染组和对照组，感染组４个平行，对照组４个平行，每个平行３０尾，用于统计试验虾的死亡时间。另设与前述相同的两个试验组，用于采集血液、肝组织和肌肉组织； 感染组每尾虾用１ ｍＬ一次性注射器注射病毒液０．０５ ｍＬ；对照组每尾虾注射ＰＢＳ ０．０５ ｍＬ。试验在１６个５００ Ｌ的玻璃钢桶中进行。记录每尾虾的死亡时间，并在试验开始后０、１２、２４、３６、４８、６０、７２ ｈ采集发病对虾的血液、肝组织和肌肉组织。肝组织和肌肉组织采集后及时冷冻保存；血液采集后４℃保存过夜，第二天离心取血清。试验期间，水温２９～３１℃，盐度３.０%～３.２%，ｐＨ值７．８～８．２，溶氧６．６～７．０ ｍｇ／Ｌ。
　　１．２．２免疫酶活性检测肝组织和肌肉组织加０．９％的生理盐水研磨成１０％的组织匀浆，离心后取上清液。血清和上清液用于免疫酶活性的检测。
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　　２）ＰＯＤ相对活性的检测，采用改进的雷质文等［７］的方法：①在９６孔酶标板中加入血淋巴上清液，２０ μＬ／孔；②加入１８０ μＬ显色缓冲液（一水柠檬酸７．３ ｇ，Ｎａ２ＨＰＯ４・２Ｈ２Ｏ １１．８６ ｇ，去离子水定容至
　　１ ０００ ｍＬ）；③置于酶标仪中，读取４９０ ｎｍ处的ＯＤ值（Ａ１）；④向所有样品孔中加入２０ μＬ显色液（邻苯二胺４ ｍｇ，３０％ Ｈ２Ｏ２ ４ μＬ；显色缓冲液１０ ｍＬ）；⑤置酶标仪中摇匀后，避光显色１５ ｍｉｎ，读取４９０ ｎｍ处的ＯＤ值（Ａ２）；⑥血淋巴上清液中ＰＯＤ相对活性以ＡＰＯＤ＝（Ａ２－Ａ１）×稀释倍数表示。
　　ＳＯＤ、ＡＣＰ活性及蛋白质浓度的检测，按南京建成试剂盒内说明进行。
　　１．３数据处理
　　统计不同时间段虾的死亡个数，计算免疫酶活性高低，用ＳＰＳＳ １６．０对不同时间点４种免疫酶的活性高低进行单因素方差分析，并做Ｄｕｎｃａｎ’ｓ多重比较，结果以平均数±标准差来表示。
　　２结果
　　２．１斑节对虾ＷＳＳＶ急性感染后的发病情况
　　斑节对虾在抽样检测中均为ＷＳＳＶ阴性。如图1所示，综合感染组４个平行斑节对虾的发病情况发现，注射感染２４ ｈ前后，部分虾活力减弱，弹跳无力，对外界刺激反应迟钝；感染３２ ｈ左右开始有虾死亡；感染５０ ｈ后，部分虾的虾壳轻度红色，头胸甲膨大易剥落，肝肥大，血液变稀，凝血力下降，出现死亡高峰；感染５４ ｈ左右，出现第一尾带有明显白斑的死虾。在感染６０ ｈ左右，大部分死亡对虾出现明显白斑。对照组试验期间没有死亡对虾。
　　２．２免疫酶活性分析
　　２．２．１血液ＰＯ活性的变化特征斑节对虾感染ＷＳＳＶ后，０～２４ ｈ血液ＰＯ活性下降；２４ ｈ后，活性开始恢复，到感染６０ ｈ活性达到峰值，并且略高于初始活性；６０～７２ ｈ，血液ＰＯ活性又开始下降；感染０、６０ ｈ血液ＰＯ活性与感染２４、３６、４８、７２ ｈ血液ＰＯ活性存在显著差异（Ｐ＜０．０５）（图２）。对照组７个时间点血液ＰＯ活性大小范围（６．０８±０．１８）U，不同时间点活性基本相同，没有显著差异。
　　
　　２．２．２血液ＰＯＤ相对活性的变化特征感染ＷＳＳＶ后，０～３６ ｈ血液ＰＯＤ相对活性下降；３６ ｈ后，相对活性开始恢复，到６０ ｈ相对活性达到峰值（图３）。各时间点血液ＰＯＤ相对活性没有显著差异。对照组７个时间点血液ＰＯＤ相对活性大小范围（２．２２±０．１８），比较稳定，活性基本相同。
　　
　　２．２．３不同组织ＡＣＰ活性的变化特征由表１可知，血液、肌肉组织、肝脏组织ＡＣＰ活性随感染时间的延长均有先降低再升高再降低这样一个过程，与血液ＰＯ和ＰＯＤ活性随感染时间的变化（图２和图３）类似。血液ＡＣＰ活性在感染６０ ｈ达到峰值，与其他时间点ＡＣＰ活性存在显著（Ｐ＜０．０５）或极显著差异（Ｐ＜０．０１）；肝脏与肌肉ＡＣＰ活性在感染３６ ｈ达到峰值，肌肉组织ＡＣＰ活性随感染时间延长没有显著差异；肝脏组织３６ ｈ ＡＣＰ活性与１２、２４ ｈ存在出现极显著差异（Ｐ＜０．０１）；另外肝组织ＡＣＰ活性明显高于肌肉组织。对照组血液、肌肉及肝脏７个时间点ＡＣＰ活性没有显著差异，分别与其０ ｈ活性值相近。
　　
　　２．２．４不同组织ＳＯＤ活性的变化特征由表2可知，三种组织ＳＯＤ活性随感染时间的变化与血液ＰＯ和ＰＯＤ的变化（图２和图３）类似。血液与肝脏ＳＯＤ活性在感染６０ ｈ达到峰值；肌肉ＳＯＤ活性在感染３６～４８ ｈ达到最大值；６０ ｈ血液ＳＯＤ活性与２４ ｈ存在显著差异（Ｐ＜０．０５）；３６ ｈ和４８ ｈ肌肉ＳＯＤ活性与１２、６０、７２ ｈ存在显著（Ｐ＜０．０５）或极显著差异（Ｐ＜０．０１）；肝脏组织ＳＯＤ活性明显高于肌肉组织；对照组血液、肌肉及肝脏７个时间点ＳＯＤ活性没有显著差异，分别与其０ ｈ的活性值相近。
　　
　　３讨论
　　Ｔａｎｇ等［８］用病毒定量检测的方式研究了病毒在斑节对虾体内的扩增过程，结果显示０～２４ ｈ为缓慢扩增期，２４～４８ ｈ为指数增长期，４８ ｈ后为平台期。本试验所得死亡曲线（图１）与病毒扩增过程吻合，３２ ｈ左右斑节对虾出现死亡，说明已经到了病毒大量扩增的阶段，体质较弱的开始死亡；４８ ｈ后病毒扩增到了平台期，病毒粒子大量存在，此时为本试验感染５０ ｈ左右斑节对虾的死亡高峰。感染５０ ｈ内死亡的对虾，在甲壳上没有明显的白斑；而感染６０ ｈ后死亡对虾，甲壳上大部分有明显白斑，这一结果与谢数涛等［９］的研究结果基本吻合。通过与已报道的研究结果进行比较，本试验所使用的病毒材料在感染斑节对虾时的毒力与１０年前没有明显变化，具有广谱性特征，因此用这些病毒感染斑节对虾后所测定的免疫酶活性的结果，具有一定的代表性。
　　ＰＯ是一种氧化还原酶，酚氧化物酶原激活系统是一个复杂的酶级联系统，该系统中的因子以非活化状态酚氧化酶原的形态存在于血细胞颗粒中，类似于高等动物的补体激活系统。王雷等［１０］、江晓路等［１１］报道了中国对虾ＰＯ活性的存在和激活机制，认为ＰＯ在甲壳动物中起识别和防御作用。ＰＯＤ的功能是通过过氧化氢酶的作用，将有害的细胞代谢产物过氧化氢分解成水和氧气，起到细胞保护作用，但ＰＯＤ在免疫反应中的地位仍不十分清楚。ＡＣＰ是一种磷酸单酯酶，在对虾体内具有清除、消化、水解异物的作用。刘树青等［１２］认为ＡＣＰ是巨噬细胞溶酶体酶的标志酶，在甲壳类血液和血细胞中有重要的防御功能。ＳＯＤ是生物体内非常重要的一种抗氧化酶，能保护功能大分子不被破坏、减缓机体衰老。近年来的研究表明，ＳＯＤ活性与生物的免疫水平密切相关，可以用它的活性变化作为衡量对虾免疫状态的指标，甚至是定量指标。本试验通过对斑节对虾进行ＷＳＳＶ急性攻毒试验，动态检测了这几个指标在不同感染时间的活性，除血液ＰＯＤ、肝脏ＳＯＤ和肌肉ＡＣＰ活性在不同的感染时间变化不显著以外，其他的都存在显著（Ｐ＜０．０５）或极显著性差异（Ｐ＜０．０１），加之在对照组中４种免疫酶的活性很稳定，可以推测ＰＯ、ＳＯＤ、ＡＣＰ的活性变化与ＷＳＳＶ感染复制有关，是斑节对虾机体应激后所作出的防御反应。
　　综合本试验中ＰＯ、ＰＯＤ、ＳＯＤ和ＡＣＰ活性在血淋巴、肌肉和肝脏中的变化，可以发现它们都有在感染初期活性降低，感染中期活性升高，感染后期活性再次降低的规律。这一结论与邱德全等［１３］研究在不同氨氮浓度下携带ＷＳＳＶ的凡纳滨对虾发病后酚氧化物酶酶活性变化规律具有一致性；与黄旭雄等［１４］试验中明对虾急性感染哈维弧菌和ＷＳＳＶ后，血液ＳＯＤ、ＰＯ变化规律相类似。但是关于感染病菌后血液免疫酶的活性变化，不同学者有不同的结论，有报道显示中国对虾在注射一定量弧菌和大肠杆菌后，其血淋巴ＰＯ活性降低［１０］，严重感染ＷＳＳＶ的中国对虾ＰＯ活性也显著下降［７］。同时也有报道称给斑节对虾投喂芽孢杆菌后，ＰＯ活性比对照组显著增高［１５］；用活的嗜水气单胞菌注射罗氏沼虾，血液ＰＯ活性２４ ｈ内升高４倍后又恢复到原来水平［１６］。本试验中4种免疫酶活性变化与上述报道也有类似之处，ＰＯ、ＳＯＤ等感染７２ ｈ后最终酶活性也都显著下降，符合酶活性在感染后下降的观点，而且在最终活性降低之前有一个活性恢复的过程，这也与酶活性升高观点相吻合。另外肝脏组织中的ＡＣＰ、ＳＯＤ活性均高于肌肉组织可能是由于肝脏为免疫器官的原因。
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　　［１］ 刘庆慧，黄捷，杨冰，等． 人工选育中国对虾两个群体ＷＳＳＶ感染相关免疫与生化因子的变化［Ｊ］． 海洋水产研究，２００５，２６（６）：２２－２７．
　　［２］ ＳＯＮＧA Ｙ Ｌ，ＹＵ Ｃ Ｌ，ＬＩＥＮ Ｔ Ｗ，ｅｔ ａｌ． Ｈａｅｍｏｌｙｍｐｈ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｏｆ Ｐａｃｉｆｉｃ ｗｈｉｔｅ ｓｈｒｉｍｐ（Ｌｉｔｏｐｅｎａｅｕｓ ｖａｎｎａｍｅｉ） ｉｎｆｅｃｔｅｄ ｗｉｔｈ Ｔａｕｒａ ｓｙｎｄｒｏｍｅ ｖｉｒｕｓ ［Ｊ］． Ｆｉｓｈ ＆ Ｓｈｅｌｌｆｉｓｈ Ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙ，２００３，１４（４）：３１７－３３１．
　　［３］ ＹＯＧＡＮＡＮＤＨＡＮ Ｋ，ＴＨＩＲＵＰＡＴＨＩ Ｓ，ＨＡＭＥＥＤ Ａ Ｓ Ｓ． Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ，ｐｈｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｈｅｍａｔｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｗｈｉｔｅ ｓｐｏｔ ｓｙｎｄｒｏｍｅ ｖｉｒｕｓ－ｉｎｆｅｃｔｅｄ ｓｈｒｉｍｐ，Ｐｅｎａｅｕｓ ｉｎｄｉｃｕｓ ［Ｊ］． Ａｑｕａｃｕｌｔｕｒｅ，２００３，２２１（１－４）：１－１１．
　　［４］ 宋林生，苏建国，蔡中华，等． 正常与感染白斑病的凡纳滨对虾几项免疫指标的初步研究［Ａ］．甲壳动物学论文集（第四辑）［Ｃ］． 北京：科学出版社，２００３．３３５－３４０．
　　［５］ 李文杰，周国勤，朱菲莉，等． 检测克氏原螯虾白斑综合症病毒（ＷＳＳＶ）的巢式ＰＣＲ方法的建立与初步应用［Ｊ］． 南京师大学报（自然科学版），２００９，３２（２）：９８－１０１．
　　［６］ ＡＳＨＩＤＡ Ｍ． Ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｒｅ－ｐｈｅｏｎｏｌｏｘｉｄａｓｅ ｆｒｏｍ ｈｅｍｏｌｙｍｐｈ ｏｆ ｔｈｅ ｓｉｌｋｗｏｒｍ Ｂｏｍｂｙｘ ｍｏｒｌ［Ｊ］． Ａｒｃｈ Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｂｉｏｐｈｙ，１９７１，１４４（２）：７４９－７６２．
　　［７］ 雷质文，黄捷，杨冰，等． 感染白斑综合症病毒（ＷＳＳＶ）对虾相关免疫因子的研究［Ｊ］． 中国水产科学，２００１，８（４）：４６－５１．
　　［８］ ＴＡＮＧ Ｋ Ｆ Ｊ，ＬＩＧＨＴＮＥＲ Ｄ Ｖ． Ｑｕａｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｈｉｔｅ ｓｐｏｔ ｓｙｎｄｒｏｍｅ ｖｉｒｕｓ ＤＮＡ ｔｈｒｏｕｇｈ ａ ｃｏｍｐｅｔｉｔｉｖｅ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅ ｃｈａｉｎ ｒｅａｃｔｉｏｎ［Ｊ］． Ａｑｕａｃｕｌｔｕｒｅ，１８９（１－２）：１１－２１．
　　［９］ 谢数涛，何建国，李色东，等． 斑节对虾白斑症的发病历程［Ｊ］． 暨南大学学报（自然科学与医学版），２０００，２１（５）：７０－７４．
　　［１０］ 王雷，李光友，毛远兴． 中国对虾血淋巴中的抗菌、溶菌活力与酚氧化物酶活的测定及其特性研究［Ｊ］．中国水产科学，１９９５，２６（２）：１７９－１８４．
　　［１１］ 江晓路，刘树青， 张朝辉， 等． 多糖对中国对虾免疫功能的影响［Ｊ］． 中国水产科学，１９９９，６（ｌ）：６７－７１．
　　［１２］ 刘树青，江晓路，牟海津，等． 免疫多糖对日本对虾血清酶活性的影响［Ｊ］． 中国水产科学，１９９９，６（３）：１０７－１０８．
　　［１３］ 邱德全，杨士平，邱明生． 氨氮促使携带白斑综合症病毒凡纳滨对虾发病及其血细胞、酚氧化物酶和过氧化氢酶变化［Ｊ］． 渔业现代化，２００７，３４（１）：３６－３９．
　　［１４］ 黄旭雄，周洪琪，宋理平． 急性感染对中国明对虾非特异免疫水平的影响［Ｊ］． 水生生物学报，２００７，３１（３）：３２５－３３１．
　　［１５］ ＳＵＮＧ Ｈ Ｈ，ＨＷＡＮＧ Ｓ Ｆ，ＴＡＳＩ Ｆ Ｍ． Ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ ｇｉａｎｔ ｆｒｅｓｈｗａｔｅｒ ｐｒａｗｎ （Ｍａｃｒｏｂｒａｃｈｉｕｍ ｒｏｓｅｎｂｅｒｇｉｉ） ｔｏ ｃｈａｌｌｅｎｇｅ ｂｙ ｔｗｏ ｓｔｒａｉｎｓ ｏｆ Ａｅｒｏｍｏｎａｓ ｓｐｐ［Ｊ］． Ｊ Ｉｎｖｅrｔｅｂｒ Ｐａｔｈｏｌ，２０００，７６（4）：２７８－２８４．
　　［１６］ ＭＯＵＬＬＡＣ Ｇ Ｌ，ＳＯＹＥＺ Ｃ，ＳＡＵＬＮＩＥＲ Ｄ，ｅｔ ａｌ． Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｈｙｐｏｘｉｃ ｓｔｒｅｓｓ ｏｎ ｔｈｅ ｉｍｍｕｎｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｖｉｂｒｉｏｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｒｉｍｐ Ｐｅａｎｅｕｓ ｓｔｙｌｉｒｏｓｔｒｉｓ［Ｊ］． Ｆｉｓｈ Ｓｈｅｌｌｆｉｓｈ Ｉｍｍｕｎｏｌ，１９９８，８（3）：６２１－６２９．
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